ГОСТ 25383-82
(СТ СЭВ 2547-80)
Группа С79
ГОСУДАРСТВЕННЫЙ СТАНДАРТ СОЮЗА ССР
ЖИВОТНЫЕ СЕЛЬСКОХОЗЯЙСТВЕННЫЕ
Методы лабораторной диагностики кокцидиоза
Domestic animals. Methods of laboratory diagnostics of coccidiosis
Срок действия с 01.01.83
до 01.01.88*
_________________________________
* Ограничение срока действия снято
постановлением Госстандарта России от 30.06.92 N 620
(ИУС N 9, 1992 год). - .
РАЗРАБОТАН Министерством сельского хозяйства СССР
ИСПОЛНИТЕЛИ
Б.А.Тимофеев, И.А.Коблова, Л.М.Шалова
ВНЕСЕН Министерством сельского хозяйства СССР
УТВЕРЖДЕН и ВВЕДЕН В ДЕЙСТВИЕ Постановлением Государственного комитета СССР по стандартам от 11 августа 1982 г. N 3154
ВНЕСЕНО Изменение N 1, утвержденное и введенное в действие с 01.01.88 Постановлением Госстандарта СССР от 27.05.87 N 1714
Изменение N 1 внесено изготовителем базы данных по тексту ИУС N 8, 1987 год
Настоящий стандарт распространяется на все виды сельскохозяйственных животных и птиц и устанавливает методы лабораторной диагностики кокцидиоза.
Стандарт полностью соответствует СТ СЭВ 2547-80.
1. МЕТОДЫ ОТБОРА ПРОБ
1.1. Для проведения исследований отбирают пробы кала животных, пробы патологического материала, а также пробы подстилки.
1.2. Пробы кала берут от живых и павших животных.
1.2.1. От живых животных пробы кала берут у животных из одного стада, станка или же стаи с учетом числа животных в группе.
Если число животных в группе менее 100, кал берут не менее чем от 20 животных; в группе с числом животных от 101 до 500 - от 10%; с числом животных от 501 до 1000 - от 5% и с числом животных свыше 1000 - от 2% животных.
1.2.2. Кал берут из прямой кишки животного. От каждой головы крупного рогатого скота берут 50 г кала, овец, коз и свиней - 20 г, домашней птицы и кроликов - 10 г.
Отобранные пробы смешивают, получая объединенную пробу.
В случае проведения исследований кала от каждого животного смешивание проб не производят.
Допускается отбирать пробы кала с пола станков, выгулов и т.п.
1.2.3. От павших животных кал берут из конца ободочной кишки или из прямой кишки в количествах, указанных в п.1.2.2.
1.2.4. Отобранные пробы кала упаковывают в полиэтиленовый пакет или помещают в хорошо закрывающийся сосуд.
До проведения исследований пробы хранят при температуре 2-4 °С или консервируют, добавляя 2,5%-ный раствор бихромата калия.
1.3. Пробы патологического материала отбирают при вскрытии павших животных.
Пробы берут из патологоанатомически измененных частей кишки, у кроликов - также из желчного пузыря и паренхимы печени, у гусей - из почек. Если пробы нельзя исследовать сразу, кишку разрезают в продольном направлении и помещают в 2,5%-ный раствор бихромата калия. Из печени кроликов вырезают беловатые очаги и консервируют их тем же способом. Пробы для гистологического исследования хранят в 10%-ном растворе формальдегида.
1.4. Пробы подстилки в зависимости от размера помещения отбирают не менее чем из десяти разных мест в бумажный или полиэтиленовый пакет.
1.5. Ко всем отобранным пробам прилагают сопроводительный документ с указанием:
количества проб;
размера поголовья;
системы содержания;
возраста и пола животных;
категории упитанности;
заболеваемости или смертности;
продолжительности заболевания;
способа проведенной санитарной обработки;
даты взятия материала для исследования.
2. МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЙ
2.1. Методы определения наличия ооцист в кале
Сущность метода заключается в определении с помощью микроскопа наличия ооцист кокцидий, всплывающих на поверхность раствора с исследуемым материалом.
2.1.1. Аппаратура, материалы и реактивы
2.1.1.1. Для проведения исследования применяют:
микроскоп с окулярным микрометром марки МБИ-3 по ГОСТ 8284-78;
весы лабораторные общего назначения по ГОСТ 24104-80* с наибольшим пределом взвешивания 200 г;
______________
* На территории Российской Федерации действует ГОСТ Р 53228-2008, здесь и далее по тексту. - .
центрифугу с частотой вращения 5000 мин
стаканы стеклянные вместимостью 150-200 см
чашки стеклянные лабораторные по ГОСТ 25336-82;
стекла предметные по ГОСТ 9284-75 и покровные по ГОСТ 6672-75;
пипетки градуированные исполнений 1, 2, 4, 5, 6, 2-го класса точности вместимостью 50 см
________________
* На территории Российской Федерации действуют ГОСТ 29169-91, ГОСТ 29227-91-ГОСТ 29229-91, ГОСТ 29251-91-ГОСТ 29253-91. - .
посуду лабораторную фарфоровую;
воронки стеклянные по ГОСТ 25336-82;
штатив для пробирок;
петли;
марлю медицинскую по ГОСТ 9412-77*;
______________
* На территории Российской Федерации действует ГОСТ 9412-93. - .
вату гигроскопическую медицинскую по ГОСТ 5556-81;
фильтры беззольные по ГОСТ 12026-76;
натрий хлористый по ГОСТ 4233-77;
воду дистиллированную по ГОСТ 6709-72.
(Измененная редакция, Изм. N 1).
2.1.2. Подготовка к исследованию
2.1.2.1. Приготовление флотационного раствора
К 1 дм
(Измененная редакция, Изм. N 1).
2.1.2.2. (Исключен, Изм. N 1).
2.1.3. Проведение исследования
2.1.3.1. Из пробы выделяют навеску кала массой 3-5 г, помещают навеску в ступку, заливают 15-20 см
Пробирки центрифугируют в течение 5 мин с частотой вращения 5000 мин
(Измененная редакция, Изм. N 1).
2.2. Метод определения количества ооцист в кале
2.2.1. Аппаратура, материалы и реактивы
2.2.1.1. Для проведения исследования применяют аппаратуру, материалы и реактивы, указанные в п.2.1.1, и дополнительно счетную камеру Горяева.
(Измененная редакция, Изм. N 1).
2.2.2. Проведение исследования
2.2.2.1. Взвешивают 5 г кала, взятого из отобранной пробы, и тщательно размешивают в ступке с 45 см
(Измененная редакция, Изм. N 1).
2.2.3. Обработка результатов
2.2.3.1. У домашней птицы наличие 50000 ооцист на 1 г кала не влияет на зоотехнические показатели цыплят, обнаружение более 100000 оосцист на 1 г кала свидетельствует о заражении средней степени, обнаружение ооцист в количестве более 300000 на 1 г кала - о высокой степени заражения и малой эффективности применяемого препарата.
У крупного рогатого скота и овец наличие до 1000 ооцист в 1 г кала свидетельствует о низкой степени заражения, до 5000 - о средней степени заражения, более 5000 - о высокой степени заражения.
У кроликов наличие до 10000 ооцист на 1 г кала служит признаком низкой степени заражения, до 100000 - высокой, степени заражения, более 100000 - очень высокой степени заражения.
(Измененная редакция, Изм. N 1).
2.3. Метод исследования павших или убитых животных
Сущность метода заключается в выявлении и определении с помощью микроскопа различных стадий кокцидий в пробах, взятых при патологоанатомическом вскрытии животных. У животных исследуют желудочно-кишечный тракт, при этом учитывают наличие в крови патологоанатомических изменений, локализацию, а также размер, форму, цвет, структуру стадий развития.
(Измененная редакция, Изм. N 1).
2.3.1. Аппаратура и реактивы
2.3.1.1. Для проведения исследования применяют:
ножницы по ГОСТ 21239-77;
пинцеты по ГОСТ 21241-77;
чашки лабораторные стеклянные по ГОСТ 25336-82;
пипетки пастеровские;
натрий хлористый по ГОСТ 4233-77;
воду дистиллированную по ГОСТ 6709-72.
(Измененная редакция, Изм. N 1).
2.3.2. Проведение исследования
2.3.2.1. Исследуемые части кишок кладут в чашки Петри или другую посуду и разрезают в продольном направлении. Несколько капель содержимого кишки разбавляют на предметном стекле физиологическим раствором, накрывают покровным стеклом и рассматривают под микроскопом. Можно также соскабливать краем предметного стекла слизистую оболочку пораженной кишки. Соскоб разбавляют физиологическим раствором и рассматривают под микроскопом для установления наличия мерозоитов, шизонтов или гамет кокцидий.
У павших кроликов исследуют беловатые очаги в печени и содержимое желчного пузыря на наличие ооцист кокцидий Eimeria. Очаги разрезают и с помощью пастеровской пипетки наносят их содержимое на предметное стекло. Накрыв препарат покровным стеклом, рассматривают его под микроскопом. Аналогичным образом поступают и с поражениями почек гусей.
(Измененная редакция, Изм. N 1).
2.3.3. Обработка результатов
2.3.3.1. Для своевременной диагностики кокцидиоза у домашней птицы подсчет ооцист проводят один раз в 7 дней, начиная в двух-, трехнедельного возраста цыплят. Из каждой группы вскрывают по 4-6 ослабленных птиц. Исследуют соскобы со слизистой и содержимое кишечника в месте перехода дненадцатиперстной кишки в тощую, середины тонкого отдела кишечника и слепых кишок. Несколько капель наносят на предметное стекло, разбавляют водой и накрывают покровным стеклом. Просматривают под микроскопом 20 полей зрения, определяют среднее количество ооцист на одно поле зрения и проводят идентификацию кокцидий вида Eimeria в соответствии с ключом идентификации, представленном на схеме. В зависимости от клинических проявлений, степени и характера изменений отделов кишечника, локализации поражения и стадий развития кокцидий определяют виды ооцист Е. tenella, E. necatrix, E. acervulina, E. maxima, E. ргаесох. (см. схему).
КЛЮЧ И ИДЕНТИФИКАЦИИ ВИДОВ Eimeria ЦЫПЛЯТ
(Измененная редакция, Изм. N 1).
2.3.4. Оценка результатов
2.3.4.1. Наличие ооцист видов Е. acervulina менее 50 и ооцист Е. tenella, Е. necatrix, Е. maxima менее 5 кокцидий в поле зрения - признак низкой степени заражения.
При установлении разных стадий развития кокцидий в большом количестве у павших птиц или животных кокцидиоз считают причиной падежа.
2.3.4, 2.3.4.1. (Введены дополнительно, Изм. N 1)
2.4. Метод исследования подстилки на наличие ооцист кокцидий
Сущность метода заключается в подсчете количества ооцист в 1 г подстилки и определении по данным подсчета тяжести клинического течения кокцидиоза и резистентности кокцидий к используемому антикокцидиозному препарату.
2.4.1. Аппаратура, материалы и реактивы
2.4.1.1. Для проведения исследования применяют аппаратуру, материалы и реактивы, указанные в п.2.1.1.
(Измененная редакция, Изм. N 1).
2.4.2. Проведение исследования
2.4.2.1. Пробу подстилки хорошо перемешивают и взвешивают 100 г. Заливают 1 дм
(Измененная редакция, Изм. N 1).
2.4.3, 2.4.3.1. (Исключены, Изм. N 1).
2.5. Метод установления интенсивности инфекции
2.5.1. Проведение исследования
2.5.1.1. Интенсивность инфекции ооцистами Eimeria или другими формами развития этого рода устанавливают подсчетом их в микроскопическом препарате и делением полученного числа на 3.
2.5.2. Обработка результатов
2.5.2.1. Подсчитанное число ооцист делят на 3. Это число будет равным числу паразитов в 1 г кала. В зависимости от этого для самых патогенных видов Eimeria устанавливают следующие степени интенсивности инфекции:
слабая инфекция (+) - 1-10 ооцист на 1 г кала;
средняя инфекция (++) - 11-100 ооцист на 1 г кала;
сильная инфекция (+++) - больше 100 ооцист на 1 г кала.
При оценке интенсивности инфекции следует учитывать не только наличие ооцист различных видов Eimeria, но и присутствие других паразитов.
Электронный текст документа
и сверен по:
М.: Издательство стандартов, 1982
Редакция документа с учетом
изменений и дополнений
подготовлена З
